Введение. Orchidaceae является одним из крупнейших семейств покрытосеменных растений, включающим более 28 000 видов [1]. Основное количество орхидей сосредоточено в эпифитных сообществах тропических лесов [2]. Однако в результате антропогенного воздействия и изменения климата сокращаются ресурсы тропической гермоплазмы в их естественной среде обитания. Сохранение естественного генетического разнообразия тропических видов путем создания коллекций ex situ становится приоритетным направлением [3].Фаленопсис (Phalaenopsis Blume) – один из самых популярных культивируемых родов орхидей в мире. Растения этого рода широко используются в мировой торговле цветами как горшечные растения и как срезанные цветы. Их популярность и широкое распространение обусловлены эффектным внешним видом цветков, относительной простотой культивирования в контролируемых условиях, а также продолжительным декоративным эффектом [4].В связи с экономической и эстетической значимостью фаленопсиса разработка стратегии его сохранения in vitro является необходимостью. Особенно с учетом того, что генетический материал тропических растений сохраняется лишь в нескольких генетических банках [5]. Существуют различные подходы к сохранению генетических ресурсов. В ботанических садах наряду с полевыми коллекциями ex situ и банком семян применяют культивирование тканей и органов растений в асептических условиях. Несмотря на ряд преимуществ последнего метода, только 10 % ботанических садов поддерживают коллекцию гермоплазмы in vitro [6]. Разработка протокола сохранения in vitro важна для тропических видов растений.Выделяют краткосрочное, среднесрочное и долгосрочное хранение гермоплазмы in vitro [7]. Краткосрочное сохранение in vitro характеризуется длительностью культивирования от 1 до 3 месяцев. Однако частое субкультивирование эксплантов повышает стоимость технологии и увеличивает риск реинфицирования образца или появления сомаклональной изменчивости [8]. Для увеличения срока хранения живого материала вплоть до нескольких лет применяют долгосрочное хранение или криоконсервацию. Этот метод предусматривает предварительную подготовку тканей и органов растений in vitro с последующим охлаждением в жидком азоте до –196 °C [9]. В некоторых исследованиях описаны протоколы, позволяющие сохранять при помощи криоконсервации семена, пыльцу и каллусную ткань орхидей более 30 лет [10]. Данный метод требует дорогостоящего оборудования, жидкого азота и разработки дополнительных протоколов предподготовки тканей перед заморозкой [11, 12]. Более доступным методом консервации гермоплазмы растений in vitro, нивелирующим недостатки краткосрочного хранения, является среднесрочное хранение. Этот способ основан на снижении метаболических процессов в тканях экспланта за счет изменения температуры, освещенности или добавления в питательную среду ретардантов и осмотиков [13, 14]. В условиях среднесрочного хранения ткани органы растений могут оставаться жизнеспособными до 3 лет без пересадки эксплантов на свежую питательную среду. В нескольких исследованиях рассмотрено влияние освещенности, ретардантов и осмотиков на жизнеспособность эксплантов эпифитных видов орхидей в течение периода от 2 до 20 месяцев [13–15].Таким образом, среднесрочное сохранение эксплантов при пониженных температурах рассматривается как эффективный и одновременно наиболее доступный метод сохранения биоразнообразия растений. Вместе с тем в научной литературе представлено ограниченное число исследований, посвященных влиянию температурного режима и ретардантов на процессы сохранения, развития и восстановления Phalaenopsis hybrid.Листья являются ключевыми органами фотосинтеза и транспирации у высших растений. Их размер и форма оказывают существенное влияние на рост, размножение, выживаемость и адаптивные стратегии [16]. Благодаря высокой степени морфологической пластичности листья способны обеспечивать адаптацию к различным условиям среды. Варьирование формы и размеров листьев между биомами указывает на значимость анатомических особенностей: тип и размер устьичного аппарата, форма и высота эпидермальных клеток, а также структура мезофилла могут использоваться не только как диагностические признаки, но и как индикаторы приспособляемости растений к условиям культивирования [17, 18]. Изучение анатомии листьев растений Phalaenopsis hybrid в условиях хранения позволит глубже понять физиологические и структурные изменения, возникающие в процессе адаптации, и предоставит ценную информацию для оптимизации протоколов клонального микроразмножения и сохранения in vitro. Следует отметить, что анатомия листьев фаленопсиса в условиях хранения изучена недостаточно.Цель исследования – оценка влияния различных концентраций ретардантов на рост и развитие протокормов Phalaenopsis hybrid in vitro при варьировании условий культивирования, а также выявление анатомо-морфологических особенностей листьев, формирующихся при различных режимах хранения и культивирования.Задачи: оценить влияние различных концентраций ретардантов на рост и развитие протокормов Phalaenopsis hybrid in vitro при варьировании условий культивирования; определить оптимальные сочетания температуры и концентрации ретардантов, обеспечивающие эффективное сохранение протокормов в среднесрочном периоде; изучить анатомо-морфологические особенности листьев, формирующихся при различных режимах хранения и культивирования.Объекты и методы. Исследования проводили в 2023–2025 гг. в лаборатории биотехнологии растений Федерального государственного бюджетного учреждение науки Главного ботанического сада им. Н.В. Цицина Российской академии наук (ГБС РАН). В качестве объектов исследования использовали протокормы гибрида Phalaenopsis (♀ с фиолетовыми цветками × ♂ с белыми цветками), полученные при асимбиотическом посеве семян на питательной среде Gamborg (1968) [19] с добавлением 0,5 мг/л 6-бензиламинопурина (6-БАП). Во всех экспериментах использована питательная среда MS с 50 % концентрацией макросолей и 100 % концентрацией микросолей и витаминов. В качестве источника углеводов добавляли 20 г/л сахарозы, а также 0,1 г/л мио-инозитола. Стерилизацию питательной среды и инструментов проводили при температуре 121 °C и давлении 1 атм. в течение 20 мин в автоклаве WAC-60 (Daihan Scientific, Южная Корея). Значение pH среды перед стерилизацией составляло 5,5–5,8.Экспланты инкубировали в банках объемом 100 мл в условиях культивационной комнаты при (24 ± 2) °C с фотопериодом 16/8 ч (свет/темнота) и климатической камеры (Forma Scientific, США) при (15 ± 2) °C с аналогичным световым режимом. Для культивирования использовали питательную среду ½ MS, дополненную различными ретардантами в концентрациях: 0,2–0,4 мг/л хлорхолинхлорида (CCC) и 1,0–2,0 мг/л паклобутразола (PBZ). Контрольным вариантом служила питательная среда без ретардантов.Через 3, 9 и 18 мес. культивирования проводили оценку регенерации эксплантов. При этом рассчитывали показатели жизнеспособности (%), формирования проростков (%) и образования протокормоподобных тел (PLB, %). После 18 мес. сохранения у эксплантов были проведены измерения длины побегов (см) и корней (см), подсчет числа листьев и корней (шт.).Анатомические исследования проводили на листьях проростков, сформировавшихся из сохраняемых протокормов при различных температурных режимах. Растительные образцы фиксировали в 70 %-м этаноле. Поперечные срезы листовой пластинки выполняли с помощью микротома МС-2, оборудованного охлаждающим модулем ОМТ-2802Е, при температуре –16 °C. Толщина срезов составляла 60–80 μm, что обеспечивало возможность сравнения листьев, сформировавшихся в различных условиях культивирования. Срезы листьев окрашивали альциановым синим и сафранином для выявления анатомических деталей клеточных стенок.Получение анатомических изображений осуществляли при помощи светового микроскопа Olympus CX41 (Olympus Corporation, Токио, Япония), сопряженного с цифровой фотокамерой Canon 7D Mark II (Canon Inc., Токио, Япония). На основе полученных изображений определяли основные морфометрические параметры: толщина листа, высота мезофилла, диаметр проводящих пучков, а также толщина верхнего и нижнего эпидермальных слоев. Для исследования устьичного аппарата применяли метод лаковых реплик. На срединную часть листовой пластинки наносили тонкий слой прозрачного лака, после его высыхания пленку аккуратно снимали с помощью прозрачной клейкой ленты и фиксировали на предметном стекле. Измерение морфометрических характеристик устьиц – длины полярной оси и экваториального диаметра — проводили с применением цифрового микроскопа Keyence VHX-1000E при увеличении ×1000. Для анализа использовали не менее пяти полей зрения. Оценку формы устьиц выполняли на основе соотношения длины полярной оси (L) и экваториального диаметра (D). Индекс устьиц (SI), характеризующий долю устьиц относительно общего числа эпидермальных клеток на заданной площади, рассчитывали по формуле SI = S(S + E)∙100 % , где S – число устьиц; E – количество эпидермальных клеток в рассматриваемой области.Площадь устьичного аппарата вычисляли по выражению S = π⋅L⋅D4 , где S – площадь одного устьица; L – длина полярной оси; D – экваториальный диаметр.Все эксперименты проводили в трехкратной повторности, по 10 эксплантов в каждой повторности. Статистическую обработку экспериментальных данных выполняли с использованием программных пакетов CoStat 6.45 и MS Excel. Различия между вариантами считались статистически значимыми при p < 0,05 по критерию Дункана; варианты, достоверно различающиеся между собой, обозначены разными буквами.Результаты и их обсуждение. Использование ретардантов в составе питательной среды, а также изменение условий культивирования эксплантов являются ключевыми факторами, определяющими сохранение, жизнеспособность и дальнейшее развитие протокормов in vitro. Результаты показали, что при культивировании в условиях комнатной культуры добавление ретардантов в питательную среду значительно повлияло на жизнеспособность протокормов.  В целом жизнеспособность была высокой как в контрольном варианте, так и на питательной среде с добавлением CCC. Вместе с тем установлено, что при температуре 24 °C экспланты, культивируемые на питательной среде ½ MS с добавлением PBZ, утратили жизнеспособность после трех месяцев в результате угнетения развития протокормов, сопровождавшегося некрозом тканей (рис. 1). Это согласуется с результатами других исследований, показавших, что применение PBZ в высоких концентрациях оказывает отрицательное влияние на декоративные растения, включая орхидеи. В частности при использовании PBZ в повышенных дозах жизнеспособность проростков Grammatophyllum speciosum снижалась до 30 % уже через месяц культивирования при температуре 25 °С [20, 21].   Рис. 1. Изменение жизнеспособности протокормов Phalaenopsis hybrid в процессе сохранения  при температуре 24 °C на питательных средах разного составаSurvival rate dynamics of Phalaenopsis Hybrid protocorms during preservation at 24 °C on various nutrient media  Через девять месяцев сохранения жизнеспособность протокормов на среде с добавлением CCC снизилась на 30–40 % из-за выделения фенолов в питательную среду, в то время как протокормы в контрольном варианте дифференцировались в проростки и сохраняли высокую жизнеспособность (рис. 2).    Рис. 2. Развитие протокормоов Phalaenopsis hybrid при культивировании на питательной среде с ретардантами при температуре 24 °C in vitro: А – формирование проростков на питательной среде без ретардантов; Б, В – дифференциация протокормов на питательной среде с добавлением 0,2 мг/л CCC через 3 и 9 месяцев; Г, Д – дифференциация протокормов на питательной среде с добавлением 0,4 мг/л CCC через 3 и 9 месяцев; Е – протокормы, выращенные на питательной среде с добавлением PBZ через 3 месяца. Синие стрелки – корни, оранжевые – листья, красные – протокормоподобные тела (PLB), фиолетовые – начало отмирания протокормаDevelopment of Phalaenopsis hybrid protocorms during cultivation on nutrient medium with retardants at 24 °C in vitro. A – seedling formation on medium without retardants; Б, В: protocorm differentiation on medium supplemented with 0.2 mg/L CCC after 3 and 9 months; Г, Д: protocorm differentiation on medium supplemented with 0.4 mg/L CCC after 3 and 9 months; Е: protocorms grown on medium with PBZ after 3 months. Blue arrows: roots; orange: leaves; red: protocorm-like bodies (PLBs); purple: start of protocorm necrosis   Рис. 3. Изменение жизнеспособности протокормов Phalaenopsis hybrid в процессе сохранения  при температуре 15 °C на питательных средах разного составаSurvival rate dynamics of Phalaenopsis Hybrid protocorms during preservation at 15 °C on various nutrient media  Культивирование протокормов при температуре 15 °C способствовало их сохранению в течение 18 месяцев. Возможно, это связано со снижением интенсивности физиологических процессов, для протекания которых требуется температура 24 °C [3]. Наибольшая жизнеспособность эксплантов Phalaenopsis hybrid (80–90 %) получена в условиях климокамеры на питательной среде с добавлением ССС. Сохранение протокормов на питательных средах без ретардантов и с добавлением PBZ в различных концентрациях значительно снижало жизнеспособность протокормов (в два раза и в 1,5–3,0 раза соответсвенно) (рис. 3).Хлорхолинхлорид (CCC) замедляет рост растений, препятствуя действию эндогенных гормонов. Этот эффект достигается за счет влияния на активность фитогормонов, в частности путем ингибирования биосинтеза гиббереллиновой кислоты (GA), ответственной за растяжение и рост клеток. В результате CCC подавляет чрезмерный вегетативный рост, способствуя более контролируемому развитию растений и сохраняя высокую жизнеспособность по сравнению с PBZ [22]. Паклобутразол (PBZ) представляет собой триазольное соединение, содержащее ароматическое кольцо, которое ингибирует биосинтез гиббереллинов у растений. Однако PBZ отличается высокой химической стабильностью, и его разложение практически не зависит от кислотных, щелочных или нейтральных условий [23]. Высокая подвижность и устойчивость этой молекулы могут представлять серьезную проблему при ее применении в клональном микроразмножении по сравнению с другими ретардантами. Установлено, что формирование проростков и PLB зависело от применяемых ретардантов и температурного режима. Образование листовых зачатков и корней отмечено после 3 месяцев культивирования эксплантов на питательной среде без ретардантов при температуре 24 °C (рис. 2, А). Отмечено, что увеличение срока сохранения, а также увеличение концентрации ССС способствовало увеличению процента образования PLB: после трех месяцев 35 и 40 % на питиательных средах с 0,2 и 0,4 мг/л ССС, после девяти месяцев – 75 и 87 % соответственно (рис. 2, Б–Д; 4). В нескольких исследованиях авторы сообщали о влиянии ССС на образование PLB у представителей эпифитных орхидей. Это можно объяснить тем, что CCC замедляет рост экспланта и одновременно способствует накоплению углеводов в клетках растений, что приводит к увеличению массы PLB и стимулирует дальнейшее размножение. Это можно объяснить тем, что CCC замедляет рост экспланта и одновременно приводит к накоплению углеводов в растительных клетках, что способствует увеличению массы PLB и стимулирует дальнейшее размножение [24, 25].  Рис. 4. Изменение морфологических показателей регенерантов Phalaenopsis hybrid в процессе сохранения при температуре 24 °C на питательных средах разного состава in vitroMorphological characteristics of Phalaenopsis Hybrid regenerants during preservation at 24 °C on various nutrient media in vitro  Культивирование протокормов при температуре 15 °C вызывало существеное снижение интенсивности метаболитических процессов и, как следствие, замедление роста и развития PLB. Через 9 месяцев органогенез отсутствовал во всех вариантах опыта. Однако значительная часть протокормов, сохраненных на питательной среде с добавлением 0,2 мг/л ССС, через 18 месяцев сформировала проростки (до 90 %) (рис. 5).    Рис. 5. Развитие протокормоов Phalaenopsis hybrid при культивировании на питательной  среде с ретардантами при температуре 15 °C in vitro. Оранжевые стрелки – листья; красные – протокормоподобные тела (PLB); фиолетовые – начало отмирания протокормаDevelopment of Phalaenopsis hybrid protocorms during cultivation on nutrient medium with retardants  at +15 °C in vitro. Orange arrows: leaves; red: protocorm-like bodies (PLBs); purple: start of protocorm necrosis На питательной среде, содержащей 1,0 мг/л PBZ, образование проростков не происходило. Это может быть связано с ингибированием синтеза гиббереллина путем блокирования образования фермента кауреноксидазы Р450, что приводит к прекращению роста апикальной части [26]. При этом добавлениие 0,4 мг/л ССС или 1,0 мг/л PBZ в питательную среду стимулировало активное формирование PLB (80 и 75 % соответственно) (рис. 6).   Рис. 6. Изменение морфологических показателей регенерантов Phalaenopsis hybrid в процессе сохранения при температуре 15 °C на питательных средах разного состава in vitroMorphological characteristics of Phalaenopsis Hybrid regenerants during preservation at 15 °C on various nutrient media in vitro  При культивировании протокормов на питательной среде без добавления ретардантов экспланты демонстрировали средние показатели: образование PLB составило 45 %, а формирование проростков – 65 %. Эти результаты согласуются с данными других исследований, где показано индуцирование образования PLB при добавлении 1,0 мг/л PBZ в питательную среду для сохраниния Trichopilia suavis in vitro [13]. Способность PBZ увеличивать регенерационный потенциал связана с повышением содержания эндогенного цитокинина, который способствует делению клеток [27].Образовавшиеся во время сохранения на различных питательных средах и условиях проростки отличались по морфометрическим показателям. После 9 месяцев консервирования при 24 °C экспланты образовывали проростки с наибольшей высотой ((1,31 ± 0,06) см), а также максимальным числом листьев ((2,33 ± 0,33) шт.) и длиной субстратных корней ((2,67 ± 0,33) см). Наибольшим числом и длиной воздушных корней характеризовались проростки на питательных средах с 0,2 и 0,4 мг/л ССС (табл. 2). Таблица 2Морфометрические показатели регенерантов Phalaenopsis hybrid на питательных средах с ретардантами через 9 месяцев культивирования при температуре 24 °CMorphometric characteristics of regenerants after 9 months of cultivation at 24 °C on various nutrient media with growth inhibitors ВариантДлина проростков, смЧисло листьев, шт.Число корней, шт.Длина корней, см½ МС1,31 ± 0,06 a2.33 ± 0,33 a2,67 ± 0,25 b0,97 ± 0,05 b½ МС + 0,2 мг/л ССС0 b0 b2,00 ± 0,13 c1,47 ± 0,08 a½ МС + 0,4 мг/л ССС0 b0 b2,83 ± 0,17 a0,52 ± 0,03 c½ МС + 1,0 мг/л PBZ0 b0 b0 d0 d½ МС + 2,0 мг/л PBZ0 b0 b0 d0 d  При сохранении в течение 18 месяцев на питательной среде с 0,2 мг/л ССС в условиях пониженной температуры сформировались проростки с наибольшей высотой ((1,10 ± 0,12) см), а также максимальным числом листьев ((1,83 ± 0,17) шт.) по сравнению с другими вариантами (табл. 3). Это может быть объяснено тем фактом, что CCC улучшает усвоение питательных веществ, водный баланс и синтез белка в растущих органах, а также играет важную роль в повышении способности к фотосинтезу и, следовательно, в формировании проростков [28].  Таблица 3Морфометрические показатели регенерантов Phalaenopsis hybrid на питательных средах с ретардантами через 18 месяцев культивирования при температуре 15 °CMorphometric characteristics of regenerants after 9 months of cultivation at 15 °C on various nutrient media with growth inhibitors ВариантДлина проростков, смЧисло листьев, шт.Число корней, шт.Длина корней, см½ МС0,75 ± 0,03 bc1,33 ± 0,33 ab0,67 ± 0,25 ab0,20± 0,05 b½ МС + 0,2 мг/л ССС1,10 ± 0,11 a1,83 ± 0,17 a0,67 ± 0,30 ab0,37 ± 0,06 a½ МС + 0,4 мг/л ССС0,82 ± 0,04 b1,17 ± 0,15 b1,00 ± 0,04 a0,24 ± 0,08 b½ МС +1,0 мг/л PBZ0,59 ± 0,02 c1,00 ± 0 b0 b0 c½ МС +2,0 мг/л PBZ0 d0 c0 b0 c  Было замечено, что растения, сформировавшиеся в условиях климокамеры, имели тонкие, ярко-зеленые листья, отличающиеся от листьев растений, культивируемых в условиях культивационной комнаты. По истечении 18 мес. пересадки эксплантов, сформированных в условиях климокамеры на этапе восстановления, наблюдалось пожелтение и опадание старых листьев, тогда как начиналось формирование новых листьев, по морфологическим признакам сходных с листьями растений, выращенных в условиях культивационной комнаты.Установленные различия в морфологических характеристиках листьев послужили основанием для проведения анатомического исследования их строения с целью выявления функциональных особенностей листового аппарата в условиях хранения и определения факторов, отличающих их от листьев, сформированных в условиях культивационной комнаты.Форма и расположение эпидермальных клеток существенно варьировали в зависимости от условий культивирования в период формирования листьев. При температуре 24 °C клетки адаксиальной (верхней) эпидермы имели неправильную форму, располагались нерегулярно и каждая формировала по одной папилле. На абаксиальной (нижней) стороне эпидермальные клетки были вытянутыми, выстраивались в параллельные ряды, при этом папиллы были слабо выражены или полностью отсутствовали.  В отличие от этого при 15 °C эпидермальные клетки обеих поверхностей варьировали от неправильных до прямоугольных, располагались в упорядоченных параллельных рядах и полностью лишались папилл (рис. 7).Температура является ключевым фактором, влияющим на вегетативный рост и цветение фаленопсиса. При воздействии на растения относительно низкой температуры (< 25 °C) в период вегетации меняются морфологические признаки для сохранения жизнеспособности растений [29].Температурные условия также оказывали значительное влияние на плотность устьиц.  У листьев, сформировавшихся при 24 °C, плотность устьиц на адаксиальной стороне составила 7,31 шт/мм2, тогда как на абаксиальной – 20,98 шт/мм2. При 15 °C наблюдалось повышение плотности устьиц на обеих поверхностях: до 24,77 устьиц/мм2 на адаксиальной и до  30,12 устьиц/мм2 на абаксиальной стороне. Морфология устьиц также различалась в зависимости от условий выращивания. При 15 °C устьица имели преимущественно эллиптическую форму, при этом отношение полярной оси к экваториальной (L/D) находилось в пределах 1,27–1,40. В то же время устьица листьев, развивавшихся при 24 °C, были более округлыми, с коэффициентом L/D в диапазоне 0,97–1,15. Это может быть связано с тем, что для предотвращения перевозбуждения и фотоповреждения растения усиливали процессы теплоотдачи. Данные наблюдения согласуются с результатами по фиксации углерода, которые указывают на начальные признаки адаптации к низким температурам: активность Рубиско достигала уровня, сопоставимого с таковой у растений, не подвергавшихся стрессу, при этом отмечалось увеличение дневной открытости устьиц, обеспечивающее более эффективное поглощение CO2 в светлое время суток [30].    Рис. 7. Анатомические срезы листовых пластинок и эпидерма листа Phalaenopsis hybrid  в культуре in vitro при различных условиях храненияAnatomical sections of leaf blades and leaf epidermis of Phalaenopsis hybrid in in vitro culture  under different preservation conditions  Несмотря на то что различия в устьичном индексе при культивировании в различных температурных условиях не достигли статистической значимости, отмечено его незначительное снижение у листьев, сформировавшихся при 15 °C, по сравнению с растениями, развивавшимися при 24 °C. Анализ анатомических срезов показал, что общее строение листа соответствовало характерным признакам однодольных растений: присутствовали верхний и нижний эпидермис, мезофилл, проводящие пучки, а также слабодифференцированная кутикула.Листья, сформировавшиеся при 15 °C, были тоньше и характеризовались однослойным эпидермисом из прямоугольных клеток толщиной около 20 мкм. Мезофилл состоял из паренхимных клеток различной формы и размера. Проводящие пучки оставались морфологически недифференцированными, но имели больший диаметр по сравнению с листьями, развившимися при 24 °C.Напротив, листья, сформировавшиеся при  24 °C, имели более организованное и структурно гомогенное анатомическое строение. Клетки всех тканей располагались регулярно, параллельно друг другу и были относительно однотипными по размеру. Клетки адаксиальной эпидермы имели преимущественно квадратную форму, изредка встречались прямоугольные. Мезофилл отличался гомогенностью и был представлен изодиаметрическими паренхимными клетками, при этом клетки, прилегающие к эпидермису, были мельче, чем в центральной зоне. Проводящие пучки в таких листьях имели меньший диаметр по сравнению с листьями, развившимися при 15 °C. Основой физиологических функций листа и, следовательно, его анатомической структуры является его анатомическое строение. Изменения в анатомической структуре листа существенно влияют на рост и метаболизм растения [31]. Эти изменения, вероятно, можно рассматривать как адаптацию, направленную на предотвращение чрезмерно интенсивной транспирации листьев при сохранении в условиях климокамеры. Таким образом, полученные результаты демонстрируют, что температура культивирования оказывает комплексное влияние как на морфологию эпидермиса, так и на анатомическое строение листа, включая степень дифференцировки тканей, организацию мезофилла и параметры устьичного аппарата. Эти изменения могут рассматриваться как адаптивные ответы растения на различающиеся условия внешней среды.Заключение. В результате проведенного исследования установлено, что условия культивирования и использование ретардантов в составе питательной среды являются ключевыми факторами при среднесрочном сохранении протокормов Phalaenopsis hybrid. Оптимальные условия для сохранения протокормов Phalaenopsis hybrid in vitro – температура 15 °C в сочетании с концентрацией 0,2 мг/л CCC. Максимальное образование PLB наблюдали при культивировании на питательной среде с добавлением 0,4 мг/л CCC. Были выявлены анатомо-морфологические особенности листьев, сформированных при различных условиях культивирования, которые способствовали повышению жизнеспособности регенерантов при пониженных температурах. Полученные результаты имеют практическое значение, способствуя совершенствованию технологий клонального микроразмножения и сохранения Phalaenopsis hybrid in vitro.